Výhody a omezení 3D organoidů a ex vivo kultivace nádorových tkání v personalizované medicíně pro karcinom prostaty
Autoři:
A. Mickova 1,2; M. Morong 1; M. Levková 1,2; D. Kurfúrstová 1; G. Kharaishvili 1; I. Überall 1; V. Student jr. 3; V. Student 3; S.- Drapela 4 6; K.- Soucek 4 6; J. Bouchal 1,2
Působiště autorů:
Department of Clinical and Molecular Pathology, Faculty of Medicine and Dentistry, Palacky University and University Hospital, Olomouc, Czech Republic
1; Institute of Molecular and Translational Medicine, Faculty of Medicine and Dentistry, Palacky University, Olomouc, Czech Republic
2; Department of Urology, University Hospital, Olomouc, Czech Republic
3; Department of Cytokinetics, Institute of Biophysics of the Czech Academy of Sciences, Brno, Czech Republic
4; International Clinical Research Center, St. Anne‘s University Hospital in Brno, Brno, Czech Republic
5; Department of Experimental Biology, Faculty of Science, Masaryk University, Brno, Czech Republic
6
Vyšlo v časopise:
Klin Onkol 2022; 35(6): 473-481
Kategorie:
Původní práce
doi:
https://doi.org/10.48095/ccko2022473
Souhrn
Východiska: Současné in vitro modelové systémy plně neodrážejí biologickou a klinickou diverzitu karcinomu prostaty (prostate cancer – PCa). Organoidy jsou 3D in vitro buněčné kultury, které mohou lépe rekapitulovat heterogenitu onemocnění a zachovat vlastnosti původního nádoru. Krátkodobá ex vivo kultivace PCa tkání může také usnadnit testování léčiv v personalizované medicíně. Materiál a metody: Pro organoidní kultivaci jsme zpracovali jak nádorovou, tak normální tkáň od 50 pacientů, kteří podstoupili radikální prostatektomii nebo transuretrální resekci prostaty. Kromě toho jsme využili techniku ex vivo tkáňové kultivace a provedli krátkodobý experiment s použitím gemcitabinu a inhibitoru Chk1 MU380 ve vzorcích od 10 pacientů. Výsledky: Celkem jsme byli schopni kultivovat organoidy z 58 % nádorových (29/50) a 69 % normálních tkání (20/29). Imunohistochemické barvení dvou reprezentativních případů odhalilo buněčnou pozitivitu na pan-cytokeratin potvrzující přítomnost epiteliálních buněk. Nadměrná exprese proteinů AMACR a ERG v nádorech však nebyla zachována v organoidech. Dalším omezením bylo udržení organoidů pouze do první pasáže, obvykle po dobu 3 týdnů. Dále byly provedeny krátkodobé testy v ex vivo kultuře nádorových tkání od deseti pacientů. Tkáňové vzorky z prostatektomií většinou vykazovaly nízkou míru proliferace a Ki-67 pozitivity. Další nevýhodou tohoto přístupu byla nekonzistentní morfologie mezi jednotlivými tkáňovými fragmenty. Pouze jeden případ vykazoval vysokou míru proliferace pro testování léčiv a nádorová tkáň byla přítomna ve všech testovaných vzorcích. V naší práci také poskytujeme přehled nedávných studií a podrobné srovnání kultivačních podmínek. Závěr: Podařilo se nám ustavit kultury organoidů i fragmentů tkání z primárních nádorů prostaty. Exprese nádorových markerů však nebyla zachována v získaných organoidech. Nekonzistentní morfologie a nízká proliferace ztěžovaly interpretaci výsledků testování léčiv u většiny případů. Přesto mohou být tyto přístupy slibné při použití tkání z metastatického kastračně rezistentního karcinomu prostaty.
Klíčová slova:
karcinom prostaty – personalizovaná medicína – organoidy – tkáňová kultivace ex vivo
Zdroje
1. Siegel RL, Miller KD, Fuchs HE et al. Cancer Statistics, 2021. CA Cancer J Clin 2021; 71 (1): 7–33. doi: 10.3322/ caac.21654.
2. Lakshmanan V-K, Ojha S, Jung YD. A modern era of personalized medicine in the diagnosis, prognosis, and treatment of prostate cancer. Comput Biol Med 2020; 126: 104020. doi: 10.1016/j.compbiomed.2020.104 020.
3. Norz V, Rausch S. Treatment and resistance mechanisms in castration-resistant prostate cancer: new implications for clinical decision making? Expert Rev Anticancer Ther 2021; 21 (2): 149–163. doi: 10.1080/14737140. 2021.1843430.
4. Xia X, Li F, He J et al. Organoid technology in cancer precision medicine. Cancer Lett 2019; 457: 20–27. doi: 10.1016/j.canlet.2019.04.039.
5. Pauli C, Hopkins BD, Prandi D et al. Personalized in vitro and in vivo cancer models to guide precision medicine. Cancer Discov 2017; 7 (5): 462–477. doi: 10.1158/2159-8290.CD-16-1154.
6. Weeber F, van de Wetering M, Hoogstraat M et al. Preserved genetic diversity in organoids cultured from biopsies of human colorectal cancer metastases. Proc Natl Acad Sci U S A 2015; 112 (43): 13308–13311. doi: 10.1073/pnas.1516689112.
7. Kretzschmar K, Clevers H. Organoids: modeling development and the stem cell niche in a dish. Dev Cell 2016; 38 (6): 590–600. doi: 10.1016/j.devcel.2016.08.014.
8. Karthaus WR, Iaquinta PJ, Drost J et al. Identification of multipotent luminal progenitor cells in human prostate organoid cultures. Cell 2014; 159 (1): 163–175. doi: 10.1016/j.cell.2014.08.017.
9. Sato T, Vries RG, Snippert HJ et al. Single Lgr5 stem cells build crypt-villus structures in vitro without a mesenchymal niche. Nature 2009; 459 (7244): 262–265. doi: 10.1038/nature07935.
10. Drost J, Clevers H. Organoids in cancer research. Nat Rev Cancer 2018; 18 (7): 407–418. doi: 10.1038/s41568-018-0007-6.
11. Schütte M, Risch T, Abdavi-Azar N et al. Molecular dissection of colorectal cancer in pre-clinical models identifies biomarkers predicting sensitivity to EGFR inhibitors. Nat Commun 2017; 8: 14262. doi: 10.1038/ncomms 14262.
12. Sato T, Stange DE, Ferrante M et al. Long-term expansion of epithelial organoids from human colon, adenoma, adenocarcinoma, and Barrett’s epithelium. Gastroenterology 2011; 141 (5): 1762–1772. doi: 10.1053/j.gastro.2011.07.050.
13. Van de Wetering M, Francies HE, Francis JM et al. Prospective derivation of a living organoid biobank of colorectal cancer patients. Cell 2015; 161 (4): 933–945. doi: 10.1016/j.cell.2015.03.053.
14. Fujii M, Shimokawa M, Date S et al. A colorectal tumor organoid library demonstrates progressive loss of niche factor requirements during tumorigenesis. Cell Stem Cell 2016; 18 (6): 827–838. doi: 10.1016/j.stem.2016.04.003.
15. Boj SF, Hwang C-I, Baker LA et al. Organoid models of human and mouse ductal pancreatic cancer. Cell 2015; 160 (1–2): 324–338. doi: 10.1016/j.cell.2014.12.021.
16. Huang L, Holtzinger A, Jagan I et al. Ductal pancreatic cancer modeling and drug screening using human pluripotent stem cell- and patient-derived tumor organoids. Nat Med 2015; 21 (11): 1364–1371. doi: 10.1038/nm.3973.
17. Bartfeld S, Bayram T, van de Wetering M et al. In vitro expansion of human gastric epithelial stem cells and their responses to bacterial infection. Gastroenterology 2015; 148 (1): 126–136.e6. doi: 10.1053/j.gastro.2014.09. 042.
18. Broutier L, Mastrogiovanni G, Verstegen MM et al. Human primary liver cancer-derived organoid cultures for disease modeling and drug screening. Nat Med 2017; 23 (12): 1424–1435. doi: 10.1038/nm.4438.
19. Turco MY, Gardner L, Hughes J et al. Long-term, hormone-responsive organoid cultures of human endometrium in a chemically defined medium. Nat Cell Biol 2017; 19 (5): 568–577. doi: 10.1038/ncb3516.
20. Sachs N, de Ligt J, Kopper O et al. A living biobank of breast cancer organoids captures disease heterogeneity. Cell 2018; 172 (1–2): 373–386.e10. doi: 10.1016/j.cell.2017.11.010.
21. Gao D, Vela I, Sboner A et al. Organoid cultures derived from patients with advanced prostate cancer. Cell 2014; 159 (1): 176–187. doi: 10.1016/j.cell.2014.08.016.
22. Linxweiler J, Hammer M, Muhs S et al. Patient-derived, three-dimensional spheroid cultures provide a versatile translational model for the study of organ-confined prostate cancer. J Cancer Res Clin Oncol 2019; 145 (3): 551–559. doi: 10.1007/s00432-018-2803-5.
23. Richards Z, McCray T, Marsili J et al. Prostate stroma increases the viability and maintains the branching phenotype of human prostate organoids. iScience 2019; 12: 304–317. doi: 10.1016/j.isci.2019.01.028.
24. Servant R, Garioni M, Vlajnic T et al. Prostate cancer patient-derived organoids: detailed outcome from a prospective cohort of 81 clinical specimens. J Pathol 2021; 254 (5): 543–555. doi: 10.1002/path.5698.
25. Schiewer MJ, Goodwin JF, Han S et al. Dual roles of PARP-1 promote cancer growth and progression. Cancer Discov 2012; 2 (12): 1134–1149. doi: 10.1158/2159-8290.CD-12-0120.
26. Naipal KAT, Verkaik NS, Sánchez H et al. Tumor slice culture system to assess drug response of primary breast cancer. BMC Cancer 2016; 16: 78. doi: 10.1186/s12885-016-2119-2.
27. Shafi AA, Schiewer MJ, de Leeuw R et al. Patient-derived models reveal impact of the tumor microenvironment on therapeutic response. Eur Urol Oncol 2018; 1 (4): 325–337. doi: 10.1016/j.euo.2018.04.019.
28. Van de Merbel AF, van der Horst G, van der Mark MH et al. An ex vivo tissue culture model for the assessment of individualized drug responses in prostate and bladder cancer. Front Oncol 2018; 8: 400. doi: 10.3389/fonc.2018.00400.
29. Martin SZ, Wagner DC, Hörner N et al. Ex vivo tissue slice culture system to measure drug-response rates of hepatic metastatic colorectal cancer. BMC Cancer 2019; 19 (1): 1030. doi: 10.1186/s12885-019-6270-4.
30. Chen S, Chen C, Hu Y et al. Three-dimensional ex vivo culture for drug responses of patient-derived gastric cancer tissue. Front Oncol 2020; 10: 614096. doi: 10.3389/fonc.2020.614096.
31. Drost J, Karthaus WR, Gao D et al. Organoid culture systems for prostate epithelial and cancer tissue. Nat Protoc 2016; 11 (2): 347–358. doi: 10.1038/nprot.2016. 006.
32. Beshiri ML, Tice CM, Tran C et al. A PDX/organoid biobank of advanced prostate cancers captures genomic and phenotypic heterogeneity for disease modeling and therapeutic screening. Clin Cancer Res 2018; 24 (17): 4332–4345. doi: 10.1158/1078-0432.CCR-18-0409.
33. Strnadel J, Woo SM, Choi S et al. 3D culture protocol for testing gene knockdown efficiency and cell line derivation. Bio Protoc 2018; 8 (11): e2874. doi: 10.21769/BioProtoc.2874.
34. Yadav PS, Prashar P, Bandyopadhyay A. BRITER: a BMP responsive osteoblast reporter cell line. PLoS One 2012; 7 (5): e37134. doi: 10.1371/journal.pone.0037134.
35. Samadder P, Aithal R, Belan O et al. Cancer TARGETases: DSB repair as a pharmacological target. Pharmacol Ther 2016; 161: 111–131. doi: 10.1016/j.pharmthera.2016.02.007.
36. Drápela S, Khirsariya P, van Weerden WM et al. The CHK1 inhibitor MU380 significantly increases the sensitivity of human docetaxel-resistant prostate cancer cells to gemcitabine through the induction of mitotic catastrophe. Mol Oncol 2020; 14 (10): 2487–2503. doi: 10.1002/1878-0261.12756.
37. Liu X, Ory V, Chapman S et al. ROCK inhibitor and feeder cells induce the conditional reprogramming of epithelial cells. Am J Pathol 2012; 180 (2): 599–607. doi: 10.1016/j.ajpath.2011.10.036.
38. Navone NM, van Weerden WM, Vessella RL et al. Movember GAP1 PDX project: an international collection of serially transplantable prostate cancer patient-derived xenograft (PDX) models. Prostate 2018; 78 (16): 1262–1282. doi: 10.1002/pros.23701.
39. Van de Merbel AF, van der Horst G, van der Pluijm G. Patient-derived tumour models for personalized therapeutics in urological cancers. Nat Rev Urol 2021; 18 (1): 33–45. doi: 10.1038/s41585-020-00389-2.
40. Gleave AM, Ci X, Lin D et al. A synopsis of prostate organoid methodologies, applications, and limitations. Prostate 2020; 80 (6): 518–526. doi: 10.1002/pros.23966.
41. Haffner MC, Zwart W, Roudier MP et al. Genomic and phenotypic heterogeneity in prostate cancer. Nat Rev Urol 2021; 18 (2): 79–92. doi: 10.1038/s41585-020-00400-w.
42. Zhang W, Liao C-Y, Chtatou H et al. Apalutamide sensitizes prostate cancer to ionizing radiation via inhibition of non-homologous end-joining DNA repair. Cancers (Basel) 2019; 11 (10): 1593. doi: 10.3390/cancers11101593.
43. Zhang W, van Weerden WM, de Ridder CMA et al. Ex vivo treatment of prostate tumor tissue recapitulates in vivo therapy response. Prostate 2019; 79 (4): 390–402. doi: 10.1002/pros.23745.
44. Bery F, Figiel S, Kouba S et al. Hypoxia promotes prostate cancer aggressiveness by upregulating EMT-activator Zeb1 and SK3 channel expression. Int J Mol Sci 2020; 21 (13): 4786. doi: 10.3390/ijms21134786.
45. Bery F, Figiel S, Kouba S et al. Hypoxia promotes prostate cancer aggressiveness by upregulating EMT-activator Zeb1 and SK3 channel expression. Int J Mol Sci 2020; 21 (13): 4786. doi: 10.3390/ijms21134786.
Štítky
Dětská onkologie Chirurgie všeobecná OnkologieČlánek vyšel v časopise
Klinická onkologie
2022 Číslo 6
- Metamizol jako analgetikum první volby: kdy, pro koho, jak a proč?
- Management pacientů s MPN a neobvyklou kombinací genových přestaveb – systematický přehled a kazuistiky
- Management péče o pacientku s karcinomem ovaria a neočekávanou mutací CDH1 – kazuistika
- Neodolpasse je bezpečný přípravek v krátkodobé léčbě bolesti
- Nejasný stín na plicích – kazuistika
Nejčtenější v tomto čísle
- Prognostické a prediktivní faktory meningeomů mozku
- Výhody a omezení 3D organoidů a ex vivo kultivace nádorových tkání v personalizované medicíně pro karcinom prostaty
- Fatální myokarditida po první dávce nivolumabu
- Fekální mikrobiální transplantace – nová možnost ovlivnění výsledků terapie onkologických pacientů