Metabolizmus vitaminu D

Czech version English version

: V. Kulda
: Ústav lékařské chemie a biochemie Lékařské fakulty UK Plzeň, přednosta prof. MUDr. Jaroslav Racek, DrSc.
: Vnitř Lék 2012; 58(5): 400-404
: Appendix: Vitamin D

Vitamin D je souhrnný název pro cholekalciferol (vitamin D₃) a ergokalciferol (vitamin D₂), což jsou prekurzory hormonů hrajících důležitou roli v regulaci metabolizmu vápníku a fosfátů. V tomto přehledném článku je popsána tvorba vitaminu D₃ v kůži působením slunečního světla, transport vitaminu D a jeho metabolitů v krvi, tvorba aktivní hormonální formy – kalcitriolu (1,25-dihydroxyvitaminu D) hydroxylací v játrech a ledvinách a ukončení jeho účinku vznikem inaktivních metabolitů.

Klíčová slova:
vitamin D – UVB – ergokalciferol – cholekalciferol – kalcitriol – vitamin D vázající protein

Vitamin D se historicky řadí do skupiny vitaminů rozpustných v tucích, ale už v 70. letech 20. století výzkum odhalil, že se vlastně jedná o velice důležitý a fylogeneticky velmi starý prekurzor hormonů, jejichž hlavní fyziologickou funkcí je regulace metabolizmu vápníku a fosfátů [1,2]. Vitamin D patří chemicky mezi sekosteroidy, což jsou steroidy, u kterých je jeden z cyklů cyklopentanoperhydrofenantrenového skeletu neuzavřený, v případě vitaminu D je otevřený kruh „B“. Způsob označování cyklů a číslování atomů [3] je ukázán na základní struktuře cholestanu (obr. 1).

**1. Označování cyklů a číslování atomů (cholestan).**

Rozlišují se 2 hlavní formy vitaminu D: vitamin D₂ (ergokalciferol) a vitamin D₃ (cholekalciferol), lišící se v postranním řetězci, kde je u ergokalciferolu navíc jedna metylová skupina a dvojná vazba. Metabolizmus obou látek je obdobný, proto termín „vitamin D“ bez bližší specifikace odkazuje na obě formy, ať už D₂, nebo D₃. Vitamin D je jednak přijímán potravou, ale za normálních okolností je jeho hlavním zdrojem endogenní produkce v kůži vystavené slunečnímu světlu [4]. Vitamin D₂ vzniká z ergosterolu, který se vyskytuje jen u hub a rostlin. Vyšší organizmy produkují vitamin D₃, pro jehož vznik je výchozím metabolitem 7-dehydrocholesterol (7-DHC), což je jeden z přirozených meziproduktů biosyntézy cholesterolu. 7-DHC se vyskytuje ve významném množství v kůži, přičemž asi 65 % kožního 7-DHC se nachází v epidermis, zbylých 35 % v dermis. Buněčná lokalizace je následující: většina 7-DHC je soustředěna v buněčných membránách (80 %), volně v cytosolu je jen asi 20 %. Hladinu 7-DHC udržuje enzym 7-DHC NADPH reduktáza, enzym katalyzující přeměnu 7-DHC na cholesterol a naopak [5]. 7-DHC podléhá neenzymové fotolytické reakci, při které se štěpí kruh „B“ a vzniká previtamin D₃, který se při tělesné teplotě relativně pomalu přeměňuje na vitamin D₃ (poločas izomerace je asi 2,5 hod). Pro tuto fotochemickou konverzi je účinná UVB složka záření (vlnové délky 280–320 nm). Účinnost syntézy vitaminu D v kůži vlivem slunečního záření nezávisí jen na době expozice, ale záleží i na zeměpisné šířce, ročním období, denní době, pigmentaci kůže, používání opalovacích krémů a povrchu těla krytém oblečením [6–8]. Zajímavé je, že tvorba vitaminu D v kůži vykazuje jisté autoregulační prvky. Déle trvající expozice UVB záření vede k přeměně previtaminu D₃ na biologicky inaktivní izomery tachysterol a lumisterol, i vitamin D₃ se dále může měnit na různé inaktivní produkty (suprasterol I, suprasterol II, 5,6-trans vitamin D₃). To vysvětluje, proč nedochází k intoxikaci vitaminem D ani při dlouhodobém vystavení kůže slunečnímu záření [9]. Pochody vedoucí ke vzniku vitaminu D jsou znázorněny v obr. 2.

Paradoxní je, že expozice UVB záření má na jedné straně příznivé účinky (syntéza vitaminu D), na druhé straně stojí ale i mnohé nežádoucí účinky (kožní erytém, poškození DNA tvorbou pyrimidinových dimerů vedoucí za určitých okolností až ke vzniku kožních nádorů), přičemž tyto účinky od sebe nelze oddělit. V poslední době je hodně diskutováno o tom, že snaha předcházet kožním nádorům vyhýbáním se slunci a používáním ochranných krémů může vést k nedostatečné tvorbě vitaminu D [10–12].

Tvorba vitaminu D je fylogeneticky velmi stará, už i fytoplankton a zooplankton obsahuje významná množství vitaminu D₂, D₃ a jejich prekurzorů. Funkce vitaminu D u těchto primitivních organizmů je neznámá. Vysoká koncentrace vitaminu D v tukové tkáni a játrech ryb je vysvětlitelná právě jeho bohatým příjmem z těchto potravních zdrojů. Ačkoli produkce v kůži ryb je možná, bude pravděpodobně zanedbatelná, protože jen málo UVB záření proniká pod vodu do hloubky, kde žije většina ryb [13].

Obě formy vitaminu D, ergokalciferol i cholekalciferol, jsou biologicky inaktivní a vyžadují dvoukrokovou aktivaci hydroxylací v játrech a následně v ledvinách. V játrech dochází k hydroxylaci na uhlíku 25, a vzniká tak 25(OH)D (25-hydroxyvitamin D, kalcidiol). Druhá hydroxylace probíhá v ledvinách, kde se v játrech vzniklý 25(OH)D hydroxyluje na uhlíku 1, a výsledkem je hormonálně aktivní forma 1,25(OH)₂D (1,25-dihydroxyvitamin D, kalcitriol), která je zodpovědná za biologické funkce vitaminu D [14,15]. Hydroxylace vedoucí k aktivaci a reakce katabolizmu vedoucí k inaktivním produktům jsou ukázány na obr. 3.

Vitamin D₃ vzniklý v kůži v membránách buněk epidermis je uvolňován do krve, kde je transportován vázaný na vitamin D vázající protein (DBP – vitamin D binding protein), jen malá část je přenášena na albuminu a v lipoproteinech. DBP patří do stejné genové rodiny jako albumin a α-fetoprotein, se kterými je strukturou příbuzný. Genomová analýza ukázala, že DBP je nejstarší člen této genové rodiny [16]. DBP je, stejně tak jako albumin a další bílkoviny krevní plazmy, tvořen v játrech. Při elektroforetickém dělení plazmatických bílkovin se pohybuje ve frakci α-globulinů. Biologický poločas je krátký (2,5–3 dny), s tím souvisí i jeho relativně vysoká denní produkce (10 mg/kg) [17]. Plazmatická koncentrace DBP se zvyšuje v těhotenství a při podávání estrogenů, ke snížení dochází při jaterních onemocněních, malnutrici a nefrotickém syndromu [18].

DBP limituje dostupnost a prodlužuje biologický poločas vitaminu D a jeho metabolitů. Jednotlivé metabolity se liší afinitou, nejvyšší afinitu vykazuje 25(OH)D a produkt katabolizmu 24,25(OH)₂D, zatímco účinná forma 1,25(OH)₂D má afinitu k tomuto transportnímu proteinu 10–100krát nižší. Pro intracelulární receptor vitaminu D (VDR) platí opak, vykazuje vysokou afinitu pro 1,25(OH)₂D a jen velmi nízkou pro 25(OH)D. Proto je také možný přechod účinné formy,tj. 1,25(OH)₂D dovnitř do buněk, kde se snadno váže na svůj receptor (VDR).

DBP je menší protein s molekulovou hmotností 58 kDa, v ledvinách částečně prochází glomerulem a pro metabolizmus vitaminu D je velice důležité, že je v proximálním tubulu resorbován za účasti proteinu megalinu. Megalin (označovaný také jako glykoprotein 330 nebo LDL receptor related protein-2) je velký glykoprotein (600 kDa), který hraje klíčovou roli v reabsorpci nízkomolekulárních proteinů profiltrovaných v glomerulu. Megalin je hojný v kartáčkovém lemu luminálního povrchu buněk proximálního tubulu, zodpovídá za zachycení širokého spektra ligandů a jejich směrování do nitra buněk procesem endocytózy. Megalin obsahuje řadu domén, kromě transmembránové domény zajišťující zakotvení v membráně, ligandy vážících domén a domén zodpovědných za internalizaci jsou to domény způsobující uvolnění navázaných ligandů v lysozomech, které je závislé na pH [19].

Hydroxylace vitaminu D v játrech vedoucí ke vzniku 25(OH)D je katalyzována cytochrom-P450-vita-min D-25-hydroxylázami, z nichž fyziologicky nejvýznamnější je mikrozomální CYP2R1, která je vysoce specifická pro hydroxylaci vitaminu D na pozici 25. Mutace genu pro tento enzym byla nalezena u pacientů s nízkými hladinami cirkulujícího 25(OH)D a klasickými příznaky deficitu vitaminu D [20]. Na tvorbě 25(OH)D se snad mohou podílet i jiné jaterní cytochromy P450, např. mitochondriální CYP27A1, ale ne všechny cytochromy P450 schopné hydroxylovat vitamin D při vysokých koncentracích in vitro se mohou uplatňovat při nízkých fyziologických koncentracích in vivo [21].

25(OH)D je nejlepším ukazatelem stavu metabolizmu vitaminu D v těle, jedná se o nejhojnější metabolit vitaminu D v krevním séru, který navíc zohledňuje jak vitamin D vytvořený endogenně v kůži, tak i exogenní přívod vitaminu D potravou [22].

25(OH)D je transportován v krvi ve vazbě na DBP, v proximálním tubulu ledvin je za pomoci megalinu endocytózou vychytáván a hydroxylován na pozici 1 za vzniku 1,25(OH)₂D (kalcitriolu). Enzym zodpovědný za tuto přeměnu je mitochondriální cytochrom-P450-monooxygenáza 25(OH)D-1-α-hydroxyláza (CYP27B1), aktivita tohoto enzymu je přísně regulována [23], jedná se o klíčové místo rozhodující o vznikajícím množství aktivní hormonálně působící formy.

1,25(OH)₂D se váže intracelulárně na receptor vitaminu D (VDR – vitamin D receptor), který je zodpovědný za většinu, ne-li všechny biologické účinky. Aktivovaný VDR působí jako specifický transkripční faktor, který ovlivňuje expresi genů regulovaných vitaminem D. V současné době je VDR intenzivně studován, ukazuje se, že kromě regulace genové exprese může přímo aktivovat některé buněčné signální dráhy [24].

V katabolizmu 1,25(OH)₂D je důležitý mitochondriální cytochrom P450 enzym CYP24A1. Zajímavé je, že tento enzym provádí hydroxylace nejen na uhlíku C24, ale je schopen hydroxylovat i uhlík C23. C24 hydroxylací vzniká 1,24,25(OH)₃D, jehož katabolizmus pokračuje štěpením postranního řetězce a následuje oxidace na karboxylovou kyselinu (kalcitroová kyselina). C23 hydroxylace vede k tvorbě laktonu v postranním řetězci. Vzniká tak řada různých inaktivních metabolitů. Hydroxylaci na pozici 24 může podléhat i 25(OH)D, ze kterého je tvořen relativně neaktivní 24,25(OH)₂D, snižuje se tak pool 25(OH)D dostupného pro 1-hydroxylaci [25].

Intenzivní klinický výzkum vitaminu D v posledních letech ukázal na celosvětový problém nízkých hladin vitaminu D v populaci, které jsou signifikantně asociované s nepříznivými dopady na zdravotní stav [26,27]. Znalost metabolizmu vitaminu D má zásadní význam pro hledání nejvhodnějších cest k řešení tohoto problému.

Poděkování

Tato práce byla podpořena projektem LF UK Plzeň SVV-2012-264806.

Seznam zkratek a synonym

D₂ – vitamin D₂; ergokalciferol
D₃ – vitamin D₃; cholekalciferol
7-DHC – 7-dehydrocholesterol
25(OH)D – 25-hydroxyvitamin D; 25-hydroxycholekalciferol; kalcidiol
1,25(OH)₂D – 1,25-dihydroxyvitamin D; 1,25-dihydroxycholekalciferol; kalcitriol
24,25(OH)₂D – 24,25-dihydroxyvitamin D; 24,25-dihydroxycholekalciferol
1,24,25(OH)₃D – 1,24,25-trihydroxyvitamin D; 1,24,25-trihydroxycholekalciferol
DBP – vitamin D vázající protein; vitamin D binding protein
VDR – receptor pro vitamin D; vitamin D receptor

MUDr. Vlastimil Kulda

www.lfp.cuni.cz/biochemie

e-mail: Vlastimil.Kulda@lfp.cuni.cz

Doručeno do redakce: 29. 11. 2011

Sources

1. Holick MF. McCollum Award Lecture, 1994: vitamin D – new horizons for the 21st century. Am J Clin Nutr 1994; 60: 619–630.

2. Mohr SB. A brief history of vitamin D and cancer prevention. Ann Epidemiol 2009; 19: 79–83.

3. Waisser K. Nové české názvosloví organické chemie. Praha: Karolinum 2002: 147–158.

4. Chiellini G, DeLuca HF. The importance of stereochemistry on the actions of vitamin D. Curr Top Med Chem 2011; 11: 840–859.

5. Lehmann B, Meurer M. Vitamin D metabolism. Dermatol Ther 2010; 23: 2–12.

6. Webb AR, Kline L, Holick MF. Influence of season and latitude on the cutaneous synthesis of vitamin D₃: exposure to winter sunlight in Boston and Edmonton will not promote vitamin D₃ synthesis in human skin. J Clin Endocrinol Metab 1988; 67: 373–378.

7. Armas LA, Dowell S, Akhter M et al. Ultraviolet-B radiation increases serum 25-hydroxyvitamin D levels: the effect of UVB dose and skin color. J Am Acad Dermatol 2007; 57: 588–593.

8. Chen TC, Chimeh F, Lu Z et al. Factors that influence the cutaneous synthesis and dietary sources of vitamin D. Arch Biochem Biophys 2007; 460: 213–217.

9. Webb AR, DeCosta BR, Holick MF. Sunlight regulates the cutaneous production of vitamin D₃ by causing its photodegradation. J Clin Endocrinol Metab 1989; 68: 882–887.

10. Wolpowitz D, Gilchrest BA. The vitamin D questions: how much do you need and how should you get it? J Am Acad Dermatol 2006; 54: 301–317.

11. Rhodes LE, Webb AR, Fraser HI et al. Recommended summer sunlight exposure levels can produce sufficient [> or =20 ng ml(–1)] but not the proposed optimal [> or = 32 ng ml(–1)] 25(OH)D levels at UK latitudes. J Invest Dermatol 2010; 130: 1411–1418.

12. Holick MF. Sunlight, UV-radiation, vitamin D and skin cancer: how much sunlight do we need? Adv Exp Med Biol 2008; 624: 1–15.

13. Bikle DD. Vitamin D: an ancient hormone. Exp Dermatol 2011; 20: 7–13.

14. Christakos S, Ajibade DV, Dhawan P et al. Vitamin D: metabolism. Endocrinol Metab Clin North Am 2010; 39: 243–253.

15. Spustová V, Dzúrik R. Vitamin D: synthesis, metabolism, regulation, and an assessment of its deficiency in patients with chronic renal disease. Vnitř Lék 2004; 50: 537–543.

16. Noël ES, Reis MD, Arain Z et al. Analysis of the Albumin/alpha-Fetoprotein/Afamin Group specific component gene family in the context of zebrafish liver differentiation. Gene Expr Patterns 2010; 10: 237–243.

17. Kawakami M, Blum CB, Ramakrishnan R et al. Turnover of the plasma binding protein for vitamin D and its metabolites in normal human subjects. J Clin Endocrinol Metab 1981; 53: 1110–1116.

18. Bikle DD, Gee E, Halloran B et al. Free 1,25-dihydroxyvitamin D levels in serum from normal subjects, pregnant subjects, and subjects with liver disease. J Clin Invest 1984; 74: 1966–1971.

19. Kaseda R, Hosojima M, Sato H et al. Role of megalin and cubilin in the metabolism of vitamin D(3). Ther Apher Dial 2011; 15: (Suppl 1): 14–17.

20. Cheng JB, Levine MA, Bell NH et al. Genetic evidence that the human CYP2R1 enzyme is a key vitamin D 25-hydroxylase. Proc Natl Acad Sci USA 2004; 101: 7711–7715.

21. Sakaki T, Sugimoto H, Hayashi K et al. Bioconversion of vitamin D to its active form by bacterial or mammalian cytochrome P450. Biochim Biophys Acta 2011; 1814: 249–256.

22. Adams JS, Hewison M. Update in vitamin D. J Clin Endocrinol Metab 2010; 95: 471–478.

23. Prosser DE, Jones G. Enzymes involved in the activation and inactivation of vitamin D. Trends Biochem Sci 2004; 29: 664–673.

24. Haussler MR, Jurutka PW, Mizwicki M et al. Vitamin D receptor (VDR)-mediated actions of 1α,25(OH)2vitamin D₃: genomic and non-genomic mechanisms. Best Pract Res Clin Endocrinol Metab 2011; 25: 543–559.

25. Omdahl JL, Morris HA, May BK. Hydroxylase enzymes of the vitamin D pathway: expression, function, and regulation. Annu Rev Nutr 2002; 22: 139–166.

26. Mithal A, Wahl DA, Bonjour JP et al. IOF Committee of Scientific Advisors (CSA) Nutrition Working Group. Global vitamin D status and determinants of hypovitaminosis D. Osteoporos Int 2009; 20: 1807–1820.

27. Pazdiora P, Svobodova S, Fuchsova R et al. Vitamin D in colorectal, breast, prostate and lung cancer: a pilot study. Anticancer Res 2011; 31: 3619–3621.