Stanovení protilátek anti-SARS-CoV-2 nukleokapsid versus spike, ECLIA versus ELISA

Measurement of anti-SARS-CoV-2 antibodies nucleocapsid versus spike, ECLIA versus ELISA

Objective: The aim of this study is to provide information on the comparison of the determination anti-SARS-CoV-2 antibodies by two differently designed assays, ECLIA (Roche Diagnostics) and ELISA (Euroimmun).

Settings: Department of Clinical Biochemistry and Immunology Laboratory, Thomayer University Hospital

Materials and Methods: We selected 134 serum samples from 90 patients, Thomayer Hospital staff, and convalescent plasma donors (33 PCR-negative and 57 PCR-positive) at various intervals from the onset of clinical symptoms (1-136 days). We examined anti-SARS-CoV-2 antibodies simultaneously by ELISA in the IgG and IgA classes (DSX) and ECLIA (Cobas e602) and statistically processed the results. By measuring control materials, positive and negative pools we evaluated selected analytical characteristics.

Results: We found a high degree of agreement between ELISA and ECLIA. Specificity and sensitivity were very high in both tests, the sensitivity increasing with the distance from the beginning of the symptoms with a maximum of more than 20 days. For ECLIA, the sensitivity may be further increased by application an optimized cut-off. Antibodies persisted to a high degree after 60 days from the onset of symptoms, especially in the IgG class. Intermediate precision and repeatability suited clinical purposes.

Conclusion: Both methods are very useful serological monitoring of the antibody response status to SARS-CoV-2 infection. ECLIA method using a highly immunogenic nucleocapsid antigen that captures high affinity antibodies of all classes is preferable for daily routine and the rapid screening. ELISA tests with a conservative spike protein can then be used to confirm and distinguish individual immunoglobulin classes.

Keywords:

antibodies anti-SARS-CoV-2 – COVID-19 – sensitivity – specificity

Autoři: K. Bořecká ¹; V. Jamriková ¹; P. Sojka ²; Z. Khaznadar ²; M. Ibrahimová ²
Působiště autorů: Oddělení klinické biochemie, Fakultní Thomayerova nemocnice, Praha ¹; Imunologická laboratoř, Fakultní Thomayerova nemocnice, Praha ²
Vyšlo v časopise: Klin. Biochem. Metab., 29, 2021, No. 1, p. 19-24

Souhrn

Cíl studie: Cílem tohoto sdělení je přinést informaci o porovnání stanovení protilátek anti-SARS-CoV-2 dvěma různě postavenými metodami, ECLIA (Roche Diagnostics) a ELISA (Euroimmun).

Název a sídlo pracoviště: Oddělení klinické biochemie a Imunologická laboratoř Fakultní Thomayerova nemocnice Praha.

Materiál a metody: Vybrali jsme 134 vzorků séra od 90 pacientů, zaměstnanců Fakultní Thomayerova nemocnice a dárců rekonvalescentní plazmy (33 PCR-negativních a 57 PCR-pozitivních) s různým odstupem od začátku klinických symptomů (1–136 dní). Vyšetřili jsme protilátky anti-SARS-CoV-2 simultánně metodou ELISA ve třídě IgG a IgA a (DSX) a ECLIA (Cobas e602) a výsledky statisticky zpracovali. Měřením kontrolních materiálů, pozitivních a negativních poolů jsme vyhodnotili vybrané analytické charakteristiky.

Výsledky: Zjistili jsme vysokou míru shody mezi ELISA a ECLIA. Specificita i senzitivita byla velmi vysoká u obou testů, senzitivita narůstala s odstupem od začátku symptomů s maximem po více než 20 dnech. U ECLIA lze senzitivitu ještě zvýšit aplikací optimalizovaného cut-off. Ve vysoké míře přetrvávaly protilátky ještě po 60 dnech od začátku symptomů, především ve třídě IgG. Mezilehlá preciznost a opakovatelnost klinickým účelům vyhovovaly.

Závěr: Obě metody jsou velmi dobře využitelné pro sledování stavu protilátkové odpovědi na infekci SARS-CoV-2. Pro každodenní rutinu a potřebný rychlý screening je vhodnější ECLIA metoda využívající vysoce imunogenní nukleokapsidový antigen, která zachytí vysoce afinitní protilátky všech tříd. Ke konfirmaci a následnému rozlišení jednotlivých imunoglobulinových tříd je pak možné využít ELISA testy s konzervativním spike proteinem.

Klíčová slova:

protilátky anti-SARS-CoV-2 – COVID-19 – senzitivita – specificita

Úvod

Na jaře letošního roku se svět výrazně změnil vlivem pandemie způsobené koronavirem SARS-CoV-2. V souvislosti s tím se objevily desítky analytických souprav a rychlotestů, často nedostatečně validovaných, jak pro přímou diagnostiku viru, tak pro nepřímou sérologickou detekci protilátek proti různým komponentám viru ve vzorku biologického materiálu. Na konci května 2020 bylo v seznamu Foundation for Innovative New Diagnostics (FIND) přes 350 metod detekce protilátek proti různým komponentám viru [1-2].

Jedna z prvních validačních studií byla publikována pro metodu ELISA firmy EUROIMMUN Medizinische Labordiagnostika AG, resp. testovací soupravu anti-SARS-Cov-2 ELISA IgG a IgA [3]. Jako antigen byla použita rekombinantně připravená S1 doména spike proteinu navázaná na mikrotitrační destičku. Navázané protilátky se vizualizují pomocí sekundárních protilátek, které rozliší třídy IgG a IgA. Spike protein má klíčový význam pro vazbu viru na hostitelskou buňku a následnou fúzi. Pro svou nízkou homologii s jinými koronaviry je to ideální antigen pro vývoj vakcíny. Pro rutinní vysokokapacitní a rychlé stanovení protilátek jsou však vhodnější metody proveditelné na automatických analyzátorech než klasické ELISA (enzyme linked immunosorbent assay) testy. Na trhu jsou dostupné kity pro různé přístrojové platformy na principu chemiluminiscenční analýzy (CLIA). Mezi prvními se objevily testy anti-SARS-CoV-2 fy Roche Diagnostics pro kvalitativní detekci celkových protilátek sendvičovou metodou dvojitého antigenu a základní imunologickou interakcí probíhající v roztoku. Jeden rekombinantní nukleokapsidový antigen je značen biotinem, druhý využívá značku ve formě rutheniového chelátu. Celkové množství antigenu vyvázaného protilátkami ve vzorku je přímo úměrné generované hodnotě Cut-off indexu (COI), nejsou však rozlišené jednotlivé třídy imunoglobulinů. Nukleokapsidový protein je důležitý pro zabalení RNA a sestavení viru. Je imunologicky nejsilnější antigen u všech koronavirů a protilátky proti němu mají vysokou neutralizační schopnost. Cílem tohoto sdělení je podělit se o informaci o výsledcích srovnání dvou různých principů detekce protilátek IgA a IgG ELISA (Euroimmun) a ECLIA (elektrochemiluminiscence, Roche).

Ačkoliv stanovení diagnózy onemocnění COVID-19 je založeno na přímé detekci SARS-CoV-2 technikou amplifikace nukleových kyselin, sérologické testy mají v rámci laboratorního vyšetření při pandemii své nezastupitelné místo. Záchyt protilátek anti-SARS-CoV-2 identifikuje osoby vystavené tomuto viru a může tak přispět k monitorování imunitního stavu jedince i populace, rozhodování PCR nejasných případů u pacientů s typickými klinickými příznaky, rozhodování o zavedení/uvolňování a kontrole účinnosti preventivních opatření, identifikaci dárců rekonvalescentní plazmy a v budoucnu kontrole účinnosti vakcinace [4]. Na rozdíl od přímé diagnostiky pomocí RT-PCR (reverzní transkripce a polymerázová řetězová reakce v reálném čase) je odběr venózní krve pro stanovení protilátek snadno proveditelný, standardizovaný a stabilita vyšetřovaného vzorku je daleko vyšší.

Medián sérokonverze je 7–10 dní pro imunoglobuliny IgA a 12–14 dní pro IgG [5-6]. Je však třeba zdůraznit, že tvorba protilátek proti kterémukoli infekčnímu agens je podmíněna aktivací specifické (adaptivní) složky imunity. Podaří-li se imunitnímu systému invadující agens eliminovat již pomocí nespecifické (přirozené) imunity, nemusí být adaptivní složka vůbec aktivována [7]. Tvorba protilátek, především IgG, tak závisí na dávce a době působení infekčního agens, vrozeném genetickém vybavení (vnímavosti) a aktuálním zdravotním stavu jedince. Potvrzuje se, že protilátky anti-SARS-CoV-2 se tvoří převážně u onemocnění s vleklejším a těžším průběhem [8].

Materiál a metody

Na oddělení klinické biochemie a v Imunologické laboratoři Fakultní Thomayerovy nemocnice jsme vyšetřili celkem 134 vzorků séra od 90 pacientů, zaměstnanců Thomayerovy nemocnice a dárců rekonvalescentní plazmy. Z toho 57 osob mělo PCR potvrzenou infekci SARS-CoV-2, 33 bylo PCR-negativních. U 18 PCRpozitivních osob bylo provedeno opakované vyšetření s počtem opakování 1–6 x (u šesti pacientů dva odběry, u tří pacientů tři odběry, u pěti pacientů čtyři odběry, u tří pacientů pět odběrů a u jednoho pacienta šest odběrů). Odběr krve byl u PCR-pozitivních pacientů proveden s různě dlouhým odstupem od začátku symptomů nebo od rizikového kontaktu (1–136 dní, medián 40 dní). Věk pacientů se pohyboval v rozmezí 1,7–95,5 let (medián 61,9 let), mužů bylo 50,7 %.

Byl proveden standardní odběr 4–5 mL venózní krve do zkumavky pro srážlivou krev s aktivátorem srážení a separačním gelem (VACUETTE^® TUBE CAT Serum Clot Activator, Greiner), vzorek po sražení krve centrifugován (2 300 g, 12 min) a separované sérum alikvotováno na dvě části. Z jednoho alikvotu byly stanoveny celkové protilátky, kit Elecsys Anti-SARS-CoV-2 na modulu e602 analyzátoru Cobas 6000 (Roche Diagnostics), z druhého alikvotu separovaně protilátky třídy IgG a IgA, kit Anti-SARS-CoV-2 ELISA (IgG/IgA) na analyzátoru DSX (Dynex Technologies) podle postupu výrobce. Měření ECLIA bylo provedeno z nativního séra ihned po separaci, vzorky séra pro měření ELISA byly uchovány při 2–8 °C maximálně sedm dní (stabilita vzorku udaná výrobcem je 14 dní). První metoda je plně automatizovaná ECLIA, detekuje na principu jednokrokové sendvičové imunoanalýzy dvojitým antigenem vysoce afinitní protilátky proti rekombinantnímu nukleokapsidovému antigenu (N), bez rozlišení jednotlivých tříd. Druhá metoda ELISA na principu dvoukrokové sendvičové imunoanalýzy detekuje protilátky proti S1 doméně spike antigenu (S1), separátně třídy IgG a IgA. Výsledky jsou kvalitativní, doplněné o semikvantitativní vyhodnocení (v případě ECLIA cut-off index COI, tedy poměr signálu vzorku ku cut-off, v případě ELISA poměr optické denzity vzorku a interního kalibrátoru. U všech vzorků byly vyšetřeny sérové indexy (H, I, L).

Validita analytických testů byla ověřena pomocí pozitivní a negativní interní kontroly kvality. U ECLIA nejprve poolu negativního a pozitivního séra a následně (po uvedení na trh) kontroly Elecsys PreciControl ACOV2, u ELISA negativní a pozitivní kontrolou výrobce dodávanou v soupravě.

Výsledky byly statisticky vyhodnoceny pomocí SW Excel, verze 2016 (Microsoft, USA) a MedCalc, verze 19.6 (MedCalc Software, Belgie). Analytické charakteristiky obou metod uvádí Tabulka 1.

**Table 1. Characteristics of assays as given by the manufacturers [9-11]**

Výsledky

Mezilehlá preciznost byla vypočtena z interní kontroly kvality (Elecsys PreciControl ACOV2 level 1 a 2; negativní a pozitivní kontrola); lhůta: 40 dní. Pro posouzení opakovatelnosti ECLIA byl použit pool negativních a pozitivních vzorků (COI cca 0,12 a 14,5), pro ELISA negativní a pozitivní kontrola. Zjištěná opakovatelnost pro negativní i pozitivní pooly a kontroly byla nižší než deklarovaná výrobcem, resp. 1,9 % a 1,2 % u ECLIA, u ELISA 3,4 % a 4,7 % u IgG, 1,2 % a 5,0 % u IgA. Mezilehlá preciznost byla u ECLIA 12,5 % pro level 1a 5,0 % pro level 2, tedy u nízké hladiny naopak vyšší než deklarovaná výrobcem, avšak pro klinické účely vyhovující. Mezilehlá preciznost u ELISA metod byla v rozmezí deklarovaném výrobcem (13,4 % a 9,1 % pro IgG, 9,9 % a 5,9 % pro IgA).

Tabulka 2 ukazuje počty správně pozitivních, správně negativních, falešně negativních a falešně pozitivních výsledků a celkovou diagnostickou senzitivitu a specificitu pro všechny tři testy. Jako správně pozitivní jsme hodnotili pozitivní protilátky u PCR-pozitivních pacientů, jako správně negativní u PCR-negativních pacientů. U ELISA testů byly hraniční výsledky hodnoceny jako pozitivní.

**Table 2. Evaluation of total diagnostic sensitivity and specificity**

Pokud rozdělíme soubor výsledků do tří skupin podle odstupu testování od začátku příznaků u PCR-pozitivních pacientů (< 10 dní; 10–20 dní a > 20 dní), je evidentní, že pozitivita anti-SARS-CoV-2 u PCR pozitivních pacientů rostla s odstupem testování od začátku příznaků u všech tří testů. Nejlepších výsledků (nejvyšší senzitivity) tak dosáhly vzorky odebrané více než 20 dní od začátku příznaků – viz Tabulka 3. Specificita se v průběhu času neměnila (nebyl žádný falešně pozitivní výsledek).

**Table 3. Evaluation of diagnostic sensitivity and specificity at different time points from symptom onset**

Rozložení výsledků u obou metod mezi PCR-pozitivními a negativními zobrazuje obr 1.

Fig. 1: Antibody performance for PCR-negative (n = 33)
and PCR-positive samples (n = 101), A = ELISA SARSCoV-
2 IgA (Euroimmun), B = ELISA SARS-CoV-2 IgG
(Euroimmun), C = Elecsys Anti-SARS-CoV-2 (Roche) — Fig. 1: Antibody performance for PCR-negative (n = 33) and PCR-positive samples (n = 101), A = ELISA SARSCoV- 2 IgA (Euroimmun), B = ELISA SARS-CoV-2 IgG (Euroimmun), C = Elecsys Anti-SARS-CoV-2 (Roche)

Shoda mezi pozitivní/negativní klasifikací ELISA (IgA nebo IgG) vs. ECLIA je velmi vysoká, resp. 97,0 % (130/134). Kappa index odpovídá výborné shodě, nejlepší hodnoty dosáhl pro ELISA-IgG vs. ECLIA: 0,95 (95% CI: 0,95–1,00), pro ELISA-IgA vs. ECLIA pak 0,88 (95% CI: 0,79–0,97). Srovnáme-li ELISA celkem (pozitivita alespoň jedné ze tříd) s ECLIA, pak je kappa index 0,93 (95% CI: 0,87–1,00).

Diagnostická efektivita všech tří testů hodnocená pomocí ROC analýzy (obr. 2) byla vysoká: AUC ELISA-IgA 0,968 (95% CI: 0,922–0,991, p < 0,001), ELISA-IgG 0,951 (95% CI: 0,900–0,981, p < 0,001) a ECLIA 0,983 (95% CI: 0,944–0,998, p < 0,001). Pomocí ROC analýzy jsme také získali optimální cut-offy. U ELISA IgA i IgG byl vyhodnocený optimální cut-off téměř ve shodě s doporučením výrobce, tj. > 0,8. U ECLIA je vyhodnocený optimální cut-off > 0,135, při jeho použití by se diagnostická senzitivita testu zlepšila na 96,0 % při shodné specificitě 100,0 %.

Diskuse

Při testování se v tomto souboru nevyskytl ani jeden případ falešné pozitivity, což ukazuje na velmi vysokou specificitu všech tří testů, alespoň v těchto omezených počtech vzorků. Naproti tomu falešně negativní výsledky se vyskytovaly, celková senzitivita byla mezi 86–89 %. Vysoká specificita i senzitivita testu byla již prokázána předchozími studiemi [12-15].

V celém souboru se vyskytlo osm vzorků od šesti PCR-pozitivních pacientů, kde byly protilátky negativní všemi třemi testy. Šest případů z nich bylo dáno krátkým odstupem od začátku příznaků onemocnění (do 10 dnů), ale ve dvou případech se protilátky nevyskytly v žádném z testů ani po více než 40 dnech od začátku příznaků. Ačkoliv je hodnocení výsledků v této práci vztaženo k RT- PCR jako zlatému standardu, jeho diagnostická efektivita také nemusí být 100%. Falešnou pozitivitu PCR může způsobit kontaminace vzorku nebo analytická interference [15, 16]. Naopak falešnou negativitu nesprávný odběr vzorku (časování odběru ve vztahu ke klinickým symptomům, nedostatečná kvantita nebo kvalita odebraného materiálu, suboptimální odběrová souprava nebo transportní médium) nebo nedostatečná analytická citlivost metody (virová nálož pod detekčním limitem metody) [6, 18, 19].

Omezením této studie je jistě porovnání ne zcela srovnatelných metod – ECLIA vyhodnocuje vysoce afinní protilátky všech tříd proti N antigenu, zatímco ELISA stanovuje separátně protilátky třídy IgG a IgA proti S1 doméně. Nicméně vysoká shoda všech tří metod ukazuje, že toto omezení není významné. Nejvyšší kappa index (0,95), tj. nejlepší shoda byla nalezena mezi ECLIA a třídou IgG ELISA. To svědčí pro detekci protilátek především třídy IgG metodou ECLIA, což odpovídá zacílení metody s dvojím antigenem na vysoce afinitní maturované protilátky. Nicméně také shoda s třídou IgA ELISA byla vysoká (kappa 0,88), což je jistě ovlivněno také tím, že izolovaná pozitivita IgA ELISA (bez pozitivity IgG ELISA) byla pouze u šesti případů. Z toho u poloviny (tj. tří případů) byla pozitivní i ECLIA, která tedy teoreticky zachytila izolované protilátky třídy IgA.

Vzorky byly odebrány v různém odstupu od začátku obtíží nebo od rizikového kontaktu (1–136 dní). Z toho důvodu je třeba očekávat rozdílný nástup tvorby protilátek a nižší senzitivitu u vzorků odebraných v krátkém časovém odstupu, jak ukazuje tab. 3. Zahrnutí kratšího intervalu tedy snižuje celkovou diagnostickou senzitivitu. V nejkratším intervalu do 10 dní od začátku příznaků bylo odebráno 16 vzorků, u této skupiny dosáhly největší senzitivity protilátky IgA ELISA (nejmenší podíl falešně negativních). Ačkoliv řada prací uvádí, že typická posloupnost produkce IgM a IgA na počátku onemocnění před třídou IgG nemusí být u onemocnění COVID-19 dodržena [3, 20, 21], naše výsledky pravděpodobně takové posloupnosti odpovídají. Nicméně také senzitivita IgA ELISA dále rostla se zvyšujícím se odstupem od začátku příznaků a maxima dosáhla za více než 20 dní.

Vzhledem k tomu, že většina odběrů u PCR-pozitivních pacientů byla v delším časovém odstupu od začátku příznaků (83 vzorků nad 20 dní, 48 vzorků nad 40 dní, 19 vzorků nad 60 dní a 1 vzorek nad 90 dní) a některé PCR-pozitivní pacienty bylo možné sledovat opakovanými odběry, můžeme alespoň v těchto omezených počtech výsledků určit, že pozitivita protilátek anti-SARS-CoV-2 třídy IgG (ELISA) přetrvává ještě po 60 dnech (18 vzorků u 14 pacientů, 18/18 = 100,0 %), u jednoho pacienta i po 136 dnech. U jedné pacientky, u které byly hodnoty Ratio/COI nízké nebo hraniční, vymizela pozitivita protilátek metodou ECLIA po 87 dnech, zatímco metodou ELISA byla ještě prokazatelná jak ve třídě IgA, tak IgG v nízkých hodnotách. Ve třídě IgA (ELISA) bylo po 60 dnech od začátku příznaků pozitivních 14 vzorků od 10 pacientů (14/18 = 77,8 %), tři vzorky od tří pacientů byly již jen hraniční (3/18 = 16,7 %) a jeden vzorek negativní (při pozitivitě ve třídě IgG a metodou ECLIA).

Závěr

Jak testy na principu ELISA ve třídě IgG a IgA, tak ECLIA pro detekci protilátek anti-SARS-CoV-2 prokázaly vysokou diagnostickou efektivitu. U ECLIA testu lze diagnostickou senzitivitu ještě zvýšit aplikací optimalizovaného cut-off vypočteného ROC analýzou. Mezi oběma testy byla nalezena velmi vysoká míra shody. Senzitivita narůstala s odstupem od začátku klinických symptomů k maximu v intervalu více než 20 dní. Ve vysoké míře přetrvávaly protilátky ještě po 60 dnech od začátku symptomů, především ve třídě IgG.

Pro každodenní rutinu a rychlý screening je vhodnější ECLIA metoda používající vysoce imunogenní nukleokapsidový antigen, který zachytí vysoce afinitní protilátky všech tříd. Ke konfirmaci a následné rozlišení jednotlivých imunoglobulinových tříd je pak možné využít ELISA testy s konzervativním spike proteinem.

Podpořeno fy Roche Diagnostics, s.r.o. a MZ ČR – RVO („Thomayerova nemocnice – TN, 00064190“).

Autoři prohlašují, že nejsou ve střetu zájmů.

Do redakce došlo 8. 12. 2020

Adresa pro korespondenci

MUDr. Klára Bořecká, Ph.D.

Oddělení klinické biochemie

Fakultní Thomayerova nemocniceVídeňská 800

140 59 Praha 4

e-mail: klara.borecka@ftn.cz

Zdroje

SARS-CoV-2. Diagnostic pipeline. [online] [cit. 2020-12-08]. Dostupný na www: www.finddx.org.
Friedecký, B., Kratochvíla, J. Laboratorní aspekty COVID-19. Diagnostika, epidemiologie, prognóza pacientů. Klin. Biochem. Metab., 2020, 28(49), č. 3, s. 97–105.
Okba, N. M. A., Mueller, M., A., Li, W., Wang, Ch., Geurtsvan Kessel, Ch. et al. Severe Acute Respiratory Syndrome Coronavirus 2-Speci-fic Antibody Responses in Coronavirus Disease 2019 Patients. Emerg. Infect. Dis., 2020, 26(7), s. 1478–1488.
Sethuraman, N., Jeremiah, S. S., Ryo, A. Interpreting diagnostic test for SARS-CoV-2. JAMA, 2020, 323(22), s. 2249–2251.
Padoan, A., Sciacovelli, L., Basso, D. et al. IgA-Ab response to spike glycoprotein of SARS-CoV-2 in patients with COVID-19: A longitudinal study, Clin. Chim. Acta, 2020, 507, s. 164–166.
Long, Q. X., Liu, B. Z., Deng, h. J. et al. Antibody responses to SARS-CoV-2 in patient with COVID-19. Nat Med, 2020, 26(6), s. 845–848.
Krejsek J., Andrýs C., Krčmová I. Imunologie člověka, 1. vydání. Hradec Králové: Garamon s.r.o., 2016, 496 s. ISBN-13: 978-80-86472-74-4.
Lochman, I., Kratochvíla, J., Friedecký, B. Laboratorní diagnostika COVID-19. Klin. Biochem. Metab., 2020, 28(49), č. 3, s. 93–96.
Elecsys Anti-SARS-CoV-2. Příbalová informace, 2020-11, V3.0; Material Numbers 09203095190.
EUROIMMUN. Anti-SARS-CoV-2 ELISA IgG, Příbalová informace. EI_2606G_A_CZ_C04.docx Version: 2020-05-07.
EUROIMMUN. Anti-SARS-CoV-2 ELISA IgA, Příbalová informace. EI_2606A_A_CZ_C04.docx Version: 2020-05-07.
Egger, M., Bundschuh, Ch., Wiesinger, K. et al. Comparison of the Elecsys Anti-SARS-CoV-2 immunoassay with the EDI enzyme linked immunosorbent assays for detection of SARS-CoV-2 antibodies in human plasma. Clin. Chim. Acta, 2020, 510, s. 73–78.
Favresse, J., Eucher C., Elsen, M., Marie, T. H., Dogne, J. M., Douxfils, J. Clinical performance of the elecsys electrochemiluminiscent immunoassay for the detection of SARS-CoV-2 total antibodies. Clin. Chem, 2020, 66(8), s. 1104–1106.
Chan, C. W., Parker, K., Tesic, V. et al. Analytical and Clinical Evaluation of the Automated Elecsys Anti–SARS-CoV-2 Antibody Assay on the Roche cobas e602 Analyzer. Am. J Clin. Pathol., 2020, aqaa155, doi: 10.1093/ajcp/aqaa155.
Hörber, S., Soldo, J., Relker, L. et al. Evaluation of three fully automated SARS-CoV-2 antibody assays. Clin. Chem. Lab. Med., 2020, 58(12), s. 2113–2120.
Surkova, E., Nikolayevskyy, V., Drobniewski, F. False-positive COVID-19 results: hidden problems and costs. Lancet Respir. Med., 2020, 8(12), s. 1167–1168.
Watson, J., Whiting, P. F., Brush, J. E. Interpre-ting a covid-19 test result. BMJ, 2020, 369, m1801, doi: 10.1136/bmj.m1808.
Valent, F., Doimo, A., Mazzilis, G., Pipan, C. RT-PCR tests for SARS-CoV-2 processed at a large Italina Hospital and false-negative results among confirmed COVID-19 cases. Infect. Control Hosp. Epidemiol., 2020, 1–2, doi: 10.1017/ice.2020.290.
Kucirka, l. M., Lauer, S. A., Laeyendecker, O., Boon, D., Lessler, J. Variation in false-negative rate of reverse transcriptase polymerase chain reaction-based SARS-CoV-2 tests by time since exposure. Ann. Intern. Med., 2020, M20–1495, doi: 10.7326/M20-1495.
Guo, L., Ren, L., Yang, S. et al. Profiling early humoral response to diagnose Novel corona-virus disease (COVID-19). Clin. Infect. Dis., 2020, 71(15), s. 778–785.
Fierz, W., Walz, B. Antibody dependent enhancement due to original antigenic sin and the development of SARS. Front. Immunol., 2020, 11, 1120, doi: 10.3389/fimmu.2020.01120.